Проведение потенциала действия по аксону - Stroitel.top - первый женский большой строительный портал

Механизм проведения потенциалов действия

Чем более сложные задачи решает мозг,
тем большее количество нейронов ему
необходимо. Однако вся масса нейронов
должна поместиться в ограниченном
черепом и позвоночным каналом пространстве,
а потому нервные клетки должны быть
небольшими, а их отростки — достаточно
тонкими. Но, как известно, чем тоньше и
длиннее проводник, тем большее
сопротивление он окажет распространяющемуся
по нему току. Действующее напряжение в
нейроне (V) не может быть
больше, чем амплитуда потенциала
действия, т.е приблизительно 100-120 мВ, а
ток (I), согласно закону
Ома, прямо пропорционален напряжению
и обратно пропорционален сопротивлению:
I = V/R

Из этого следует, что потенциал действия
обычным для проведения электричества
способом не может распространяться
далеко. Очень тонкая мембрана аксона,
окруженная электропроводной средой,
имеет очень высокую ёмкость, что тормозит
распространение электрического сигнала.
Если сказать проще: тонкий цитоплазматический
отросток — это очень плохой проводник.
Но, несмотря на это, потенциалы действия
распространяются по аксону с высокой
скоростью, достигающей 100 м/с. Как это
происходит?

Когда в возбуждённом участке мембраны
повышается натриевая проницаемость и
возникает потенциал действия, начинается
электротоническое распространение
положительных зарядов к невозбуждённому
участку — этот процесс представляет
собой круговой ток . Такой ток деполяризует
ещё не возбуждавшийся соседний участок,
а когда эта деполяризация достигнет
порога — возникнет потенциал действия.
Теперь уже этот участок становится
источником кругового тока, действующего
на следующую область мембраны, теперь
уже в этой области возникнет потенциал
действия, все параметры которого будут
стандартными для данного типа нейрона.

Вслед за повышением натриевой
проницаемости в процессе формирования
потенциала действия усиливается ток
калия из клетки. Вместе с калием из
клетки уходят положительные заряды и
восстанавливается прежнее значение
мембранного потенциала. При любой длине
аксона амплитуда потенциалов действия
повсюду оказывается неизменной, поскольку
в каждом отдельном участке аксона они
формируется фактически заново. В
физиологическом смысле это важно потому,
что постоянство сигнала означает
передачу информации по аксону без
искажений.

В миелинизированных аксонах круговой
ток распространяется к соседнему
перехвату, где и возникает потенциал
действия. Плотность натриевых каналов
в перехватах Ранвье гораздо выше, чем
в обычной немиелинизированной мембране
и пришедший сюда электротонически
круговой ток легко деполяризует перехват
до порогового значения. Появившийся
вследствие этого потенциал действия
служит источником кругового тока для
следующего перехвата.

Проведение возбуждения в нерве или
мышце можно зарегистрировать с помощью
внеклеточных электродов, приложенных
к двум различным точкам их поверхности
и соединённым с регистрирующей
аппаратурой. При распространении
потенциала действия мембрана поочерёдно
деполяризуется сначала под ближним к
источнику возбуждения электродом, а
затем – под дальним. И в том, и в другом
случае между электродами регистрируется
разность потенциалов, поскольку один
из них будет находиться на деполяризованном,
а значит электроотрицательном снаружи
мембраны участке, а второй – в интактной
электроположительной точке, где
возбуждение ещё не началось, либо уже
закончилось.

Регистрация проходящих по мембране
потенциалов действия с помощью двух
электродов называется биполярной. При
таком способе регистрируются две фазы
потенциала действия: положительная и
отрицательная. Если расположенный под
одним из электродов участок сделать
невозбудимым (для этого можно подействовать
на него каким-либо анестезирующим
веществом, например, новокаином), то
останется только одна фаза потенциала
действия. Такое отведение называется
униполярным (или монополярным).

При некоторых аутоиммунных и вирусных
заболеваниях миелиновая оболочка
разрушается, что приводит к многочисленным
неврологическим нарушениям, вплоть до
полной утраты некоторых функций; при
этом может нарушаться и эмоциональная
деятельность, и интеллект. Примером
демиелинизирующих заболеваний может
служить рассеянный склероз.

Резюме

Возникновение электрических сигналов
связано со свойствами клеточной мембраны.
Мембранные насосы создают концентрационные
градиенты ионов. Открытые в покое ионные
каналы для калия позволяют ему выходить
из клетки и, тем самым, создавать
мембранный потенциал покоя, близкий к
равновесному потенциалу для калия. В
случае его уменьшения до порогового
значения открываются потенциалзависимые
каналы для натрия и происходит
саморегенерирующая деполяризация,
значение мембранного потенциала
становится положительным, Это вызывает
закрытие натриевых каналов, которые на
время инактивируются. Выходящий ток
ионов калия восстанавливает прежнее
значение мембранного потенциала.
Возникновение потенциала действия
вызывает появление кругового электрического
тока, который деполяризует соседний
участок мембраны до порогового значения.
В связи с этим потенциал действия
распространяется по аксону без уменьшения
амплитуды.

Соседние файлы в предмете [НЕСОРТИРОВАННОЕ]

Источник

Потенциал покоя и потенциал действия

Автор статьи Зыбина А.М.

Мембрана всех живых клеток поляризована. Внутренняя сторона мембраны несет отрицательный заряд по сравнению с межклеточным пространством (рис. 1). Величина заряда, который несет мембрана называется мембранным потенциалом (МП). В невозбудимых тканях МП низкий, и составляет около -40 мВ. В возбудимых тканях он высокий, около -60 — -100 мВ и называется потенциалом покоя (ПП).

Потенциал покоя, как и любой мембранный потенциал формируется за счет избирательной проницаемости клеточной мембраны. Как известно, плазмолемма состоит из липидного бислоя, через который движение заряженных молекул затруднено. Белки, встроенные в мембрану, могут избирательно изменять проницаемость мембраны для различных ионов, в зависимости от приходящих стимулов. При этом, для формирования потенциала покоя ведущую роль играют ионы калия, кроме них важны ионы натрия и хлора.

Рис. 1. Концентрации и распределение ионов с внутренней и внешней стороны мембраны.

Большинство ионов распределяются неравномерно с внутренней и внешней стороны клетки (рис. 1). Внутри клетки концентрация ионов калия выше, а натрия и хлора – ниже, чем снаружи. В состоянии покоя мембрана проницаема для ионов калия и практически непроницаема для ионов натрия и хлора. Несмотря на то, что калий может свободно выходить из клетки, его концентрации остаются неизменными благодаря отрицательному заряду на внутренней стороне мембраны. Таким образом, на калий действуют две силы, находящиеся в равновесии: осмотические (градиент концентрации К⁺) и электрические (заряд мембраны), благодаря чему число входящих в клетку ионов калия равно выходящим. Движение калия осуществляется через калиевые каналы утечки, открытые в состоянии покоя. Величину заряда мембраны, при которой ионы калия находятся в равновесии можно вычислить по уравнению Нернста:

Е_м = Е_к = RT / nF ln [ K⁺]_н / [ K⁺]_вн

где Е_к — равновесный потенциал для К⁺; R — газовая постоянная; Т — абсолютная температура; F — число Фарадея; n — валентность К⁺ (+1), [К⁺_н] — [К⁺_вн] — наружная и внутренняя концентрации К⁺.

Если подставить в уравнение значения из таблицы на рис. 43, то мы получим величину равновесного потенциала, равную примерно -95 мВ. Это значение вписывается в диапазон мембранного потенциала возбудимых клеток. Отличия ПП разных клеток (даже возбудимых) могут возникать по трем причинам:

отличия внутриклеточной и внеклеточной концентраций ионов калия в разных тканях (в таблице приведены данные по среднестатистическому нейрону);
натрий-калиевая АТФаза может вносить свой вклад в значение заряда, так как она выводит из клетки 3 Na⁺ в обмен на 2 К⁺;
несмотря на минимальную проницаемость мембраны для натрия и хлора, эти ионы все-таки могут попадать в клетки, хоть и от 10 до 100 раз хуже, по сравнению с калием.

Чтобы учесть проникновение других ионов в клетку существует уравнение Нернста-Гольдмана:

Е_м = RT / nF ln P_k[ K⁺]_вн +P_Na[ Na⁺]_вн +P_Cl[ Cl^—]_н / P_k[ K⁺]_{н +}P_Na[ Na⁺]_{н +} P_Cl[ Cl^—]_вн,

, где Е_m — мембранный потенциал; R — газовая постоянная; Т — абсолютная температура; F — число Фарадея; Р_K, P_Na и Р_Cl — константы проницаемости мембраны для К⁺Na⁺ и Сl, соответственно; [К⁺_н], [K⁺_вн], [Na⁺_н], [Na⁺_вн], [Сl^—_н] и [Сl^—_вн ]- концентрации K⁺, Na⁺и Сl снаружи (н) и внутри (вн) клетки.

Такое уравнение позволяет установить более точную величину ПП. Обычно, мембрана оказывается на несколько мВ менее поляризована, по сравнению с равновесным потенциалом для К⁺.

Потенциал действия (ПД) может возникать в возбудимых клетках. Если на нерв или мышцу нанести раздражение выше порога возбуждения, то ПП нерва или мышцы быстро уменьшится и на короткий промежуток времени (миллисекунда) произойдет кратковременная перезарядка мембраны: ее внутренняя сторона станет заряженной положительно относительно наружной, после чего восстановится ПП. Это кратковременное изменение ПП, происходящее при возбуждении клетки называется потенциалом действия.

Возникновение ПД возможно благодаря тому, что в отличие от ионов калия, ионы натрия далеки от равновесия. Если подставить в уравнение Нернста натрий вместо калия, то мы получим равновесный потенциал, равный примерно +60 мВ. Во время ПД, происходит кратковременное увеличение проницаемости для Na⁺. При этом, натрий начнет проникать в клетку под действием двух сил: по градиенту концентрации и по заряду мембраны, стремясь подстроить заряд мембраны под свой равновесный потенциал. Движение натрия осуществляется по потенциал-зависимым натриевым каналам, которые открываются в ответ на смещение мембранного потенциала, после чего сами инактивируются.

Рис. 2. Потенциал действия нервного волокна (А) и изменение проводимости мембраны для ионов натрия и калия (Б).

На записи ПД выглядит как кратковременный пик (рис. 44), имеющий несколько фаз.

Деполяризация (фаза нарастания) (рис. 44) – увеличение проницаемости для натрия из-за открытия натриевых каналов. Натрий стремится к своему равновесному потенциалу, но не достигает его, так как канал успевает инактивироваться.
Реполяризация – возвращение заряда к величине потенциала покоя. Помимо калиевых каналов утечки здесь подключаются потенциал-зависимые калиевые каналы (активируются от деполяризации). В это время калий выходит из клетки, возвращаясь к своему равновесному потенциалу.
Гиперполяризация (не всегда) – возникает в случаях, если равновесный потенциал по калию превышает по модулю ПП. Возвращение к ПП происходит после возвращения к равновесному потенциалу по К⁺.

Во время ПД происходит изменение полярности заряда мембраны. Фаза ПД, при которой заряд мембраны положителен, называется овершутом (рис. 2).

Для генерации ПД оказывается очень важной система активации и инактивации потенциал-управляемых натриевых каналов (рис. 3). Эти каналы имеют две створки: активационную (М-ворота) и инактивационную (Н-ворота). В состоянии покоя М-ворота открыты, а Н-ворота закрыты. Во время деполяризации мембраны М-ворота быстро открываются, а Н-ворота начинают закрываться. Ток натрия в клетку возможен пока М-ворота уже открыты, а Н-ворота еще не закрылись. Вход натрия приводит к дальнейшей деполяризации клетки, приводя к открытию большего количества каналов и запуская цепочку положительной обратной связи. Деполяризация мембраны будет продолжаться до тех пор, пока все потенциал-управляемые натриевые каналы не окажутся инактивированными, что происходит на пике ПД. Минимальная величина стимула, приводящая к возникновению ПД называется пороговой. Таким образом, возникший ПД будет подчиняться закону «все или ничего» и его величина не будет зависеть от величины стимула, вызвавшего ПД.

Благодаря Н-воротам инактивация канала происходит раньше, чем потенциал на мембране достигнет равновесной величины по натрию. После прекращения поступления натрия в клетку, происходит реполяризация за счет выходящих из клетки ионов калия. При этом к каналам утечки в этом случае подключаются еще и потениал-активируемые калиевые каналы. Во время реполяризации, в быстром натриевом канале быстро закрываются М-ворота. Н-ворота открываются гораздо медленнее и остаются закрытыми еще некоторое время после возвращения заряда к потенциалу покоя. Этот период принято называть периодом рефрактерности.

Рис. 3. Работа потенциал-управляемого натриевого канала.

Концентрации ионов внутри клетки восстанавливает натрий-калиевая АТФаза, которая с затратой энергии в виде АТФ откачивает из клетки 3 иона натрия и закачивает 2 иона калия.

По немиелинизированному волокну или по мембране мышцы потенциал действия распространяется непрерывно. Возникший потенциал действия за счет электрического поля способен деполяризовать мембрану соседнего участка до порогового значения, в результате чего на соседнем участке возникает деполяризация. Главную роль в возникновении потенциала на новом участке мембраны предыдущий участок. При этом на каждом участки сразу после ПД наступает период рефрактерности, за счет которое ПД распространяется однонаправленно. При прочих равных условиях распространение потенциала действия по немиелинизированному аксону происходит тем быстрее, чем больше диаметр волокна. У млекопитающих скорость составляет 1-4 м/с. Поскольку у беспозвоночных животных отсутствует миелин, в гигантских аксонах кальмара скорость ПД может достигать 100 м/c.

По миелинизированному волокну потенциал действия распространяется скачкообразно (сальтаторное проведение). Для миелинизированных волокон характерна концентрация потенциалзависимых ионных каналов только в областях перехватов Ранвье; здесь их плотность в 100 раз больше, чем в мембранах немиелинизированных волокон. В области миелиновых муфт потенциалзависимых каналов почти нет. Потенциал действия, возникший в одном перехвате Ранвье, за счет электрического поля деполяризует мембрану соседних перехватов до порогового значения, что приводит к возникновению в них новых потенциалов действия, то есть возбуждение переходит скачкообразно, от одного перехвата к другому. В случае повреждения одного перехвата Ранвье потенциал действия возбуждает 2-й, 3-й, 4-й и даже 5-й, поскольку электроизоляция, создаваемая миелиновыми муфтами, уменьшает рассеивание электрического поля. Сальтаторное проведение увеличивает скорость проведения ПД 15-20 раз до 120 м/с.

Работа нейронов

Нервная система состоит из нейронов и глиальных клеток. Однако, главную роль в проведении и передаче нервных импульсов играют нейроны. Они получают информацию от множества клеток по дендритам, анализируют ее и передают или не передают на следующий нейрон.

Передача нервного импульса с одной клетки на другую осуществляется с помощью синапсов. Различают два основных типа синапсов: электрические и химические (рис. 4). Задача любого синапса – передать информацию с пресинаптической мембраны (мембрана аксона) на постсинаптическую (мембрана дендрита, другого аксона, мышцы или другого органа-мишени). Большинство синапсов нервной системы образуется между окончанием аксонов и дендритами, которые в области синапса образуют дендритные шипики.

Преимущество электрического синапса состоит в том, что сигнал с одной клетки на другую переходит без задержки. Кроме того, такие синапсы не утомляются. Для этого пре- и постсинаптические мембраны соединены поперечными мостиками, через которые ионы из одной клетки могут перемещаться в другую. Однако, существенным минусом такой системы является отсутствие однонаправленной передачи ПД. То есть, он может передаваться как с пресинаптической мембраны на постсинаптическую, так и наоборот. Поэтому, такая конструкция встречается достаточно редко и в основном – в нервной системе беспозвоночных.

Рис. 4. Схема строения химического и электрического синапсов.

Химический синапс весьма распространен в природе. О устроен сложнее, так как необходима система преобразования электрического импульса в химический сигнал, затем, вновь в электрический импульс. Все это приводит к возникновению синаптической задержки, которая может составить 0,2-0,4 мс. Кроме того, может произойти истощение запасов химического вещества, что приведет к утомлению синапса. Однако, такой синапс обеспечивает однонаправленность передачи ПД, что является его главным преимуществом.

Рис. 5. Схема работы (а) и электронная микрофотография (б) химического синапса.

В состоянии покоя окончание аксона, или пресинаптическое окончание, содержит мембранные пузырьки (везикулы) с нейромедиатором. Поверхность везикул заряжена отрицательно, чтобы предотвратить связывание с мембраной, и покрыта специальными белками, и принимающими участие в высвобождении везикул. В каждом пузырьке находится одинаковое количество химического вещества, которое называется квантом нейромедиатора. Нейромедиаторы весьма разнообразны по химическому строению, однако, большинство из них производятся прямо в окончании. Поэтому, в нем могут находиться системы, для синтеза химического посредника, а также аппарат Гольджи и митохондрии.

Постсинаптическая мембрана содержит рецепторы к нейромедиатору. Рецепторы могут быть в виде как ионных каналов, открывающихся при контакте со своим лигандом (ионотропные), так и мембранными белками, запускающими внутриклеточный каскад реакций (метаботропные). Один нейромедиатор может иметь несколько как ионотропных, так и метаботропных рецепторов. При этом, часть из них может быть возбуждающими, а часть – тормозными. Таким образом, реакцию клетки на нейромедиатор будет определять тип рецептора на ее мембране, и разные клетки могут совершенно по-разному реагировать на одно и то же химическое вещество.

Между пре- и постсинаптической мембраной располагается синаптическая щель, шириной 10-15 нм.

При приходе ПД на пресинаптическое окончание, на нем открываются потенциал-активируемые кальциевые каналы и ионы кальция входят в клетку. Кальций связывается с белками на поверхности везикул, что приводит к их транспортировке к пресинаптической мембране с последующим слиянием мембран. После такого взаимодействия нейромедиатор оказывается в синаптической щели (рис. 5) и может связаться со своим рецептором.

Ионотропные рецепторы – это лиганд-активируемые ионные каналы. Это значит, что канал открывается только в присутствии определенного химического вещества. Для разных нейромедиаторов это могут быть натриевые, кальциевые или хлорные каналы. Ток натрия и кальция вызывает деполяризацию мембраны, поэтому такие рецепторы называют возбуждающими. Хлорный ток приводит к гиперполяризации, что затрудняет генерацию ПД. Следовательно, такие рецепторы называют тормозными.

Метаботропные рецепторы к нейромедиаторам относят к классу рецепторов, ассоцированных с G-белками (GPCR). Эти белки запускают разнообразные внутриклеточные каскады реакций, приводящих в конечном итоге либо к дальнейшей передачи возбуждения, либо к торможению.

После передачи сигнала необходимо быстро удалить нейромедиатор из синаптической щели. Для этого в щели присутствуют либо ферменты расщепляющие, нейромедиатор, либо на пресинаптическом окончании или соседних глиальных клетках могут располагаться транспортеры, закачивающие медиатор в клетки. В последнем случае он может использоваться повторно.

Каждый нейрон получает импульсы от 100 до 100 000 синапсов. Одиночная деполяризация на одном дендрите не приведет к дальнейшей передаче сигнала. На нейрон могут приходит одновременно множество как возбуждающих, так и тормозных стимулов. Все они суммируются на соме нейрона. Такая суммация называется пространственной. Далее, может возникнуть или не возникнуть (в зависимости от пришедших сигналов) ПД в области аксонного холмика. Аксонный холмик – это область аксона, примыкающая к соме и обладающая минимальным порогом ПД. Далее импульс распространяется по аксону, конец которого может сильно ветвиться и образовывать синапсы со множеством клеток. Помимо пространственной, существует временная суммация. Она происходит в случае, поступления часто повторяющихся импульсов от одного дендрита.

Помимо классических синапсов между аксонами и дендритами или их шипиками, существуют также синапсы, модулирующие передачу в других синапсах (рис. 6). К ним относят аксо-аксональные синапсы. Такие синапсы способны усиливать или тормозить синаптическую передачу. То есть, если на окончание аксона, образующего аксо-шипиковый синапс, пришел ПД, а в это время по аксо-аксональному синапсу на него пришел тормозный сигнал, высвобождения нейромедиатора в аксо-шипиковом синапсе не произойдет. Аксо-дендритные синапсы могут изменять проведение мембраной ПД на пути от шипика к соме клетки. Также существуют аксо-соматические синапсы, которые могут влиять на суммацию сигнала в области сомы нейрона.

Таким образом, существует огромное многообразие различных синапсов, отличающихся по составу нейромедиаторов, рецепторов и их местоположению. Все это обеспечивает разнообразие реакций и пластичность нервной системы.

Рис. 6. Разнообразие синапсов в нервной системе.

Источник

Action Potential

John A. White, in Encyclopedia of the Human Brain, 2002

I. Basic Properties of the Action Potential

The basic properties of the action potential can be studied using a microelectrode constructed from a glass capillary tube with a fine tip and containing artificial intracellular solution. This microelectrode, inserted into the cell body or axon of a neuron (Fig. 1a, inset), measures the value of membrane potential relative to the extracellular space. At rest, typical values of membrane potential range from −40 to −90 mV. Passing positive electrical current into the cell depolarizes it (i.e., makes membrane potential less negative). In response to small depolarizing stimuli, the neuron’s response is small as well (Fig. 1a, bottom). In response to larger stimuli, above a threshold value, the response is fundamentally different; the membrane potential quickly rises to a value well above 0 mV and then falls over the course of 1–5 msec to its resting value (Fig. 1a, middle). Often, the falling phase of the action potential undershoots resting potential temporarily. The action potential is said to be all-or-nothing because it occurs only for sufficiently large depolarizing stimuli, and because its form is largely independent of the stimulus for suprathreshold stimuli. In some neurons, a single action potential can be induced by the offset of a hyperpolarizing stimulus (Fig. 1b). This phenomenon is called anodal break excitation or rebound spiking.

Figure 1. Basic properties of the action potential. (a) Traces show responses of a simulated space-clamped squid axon (T=6.3°C) to intracellularly injected current pulses of duration 0.5 msec (top trace). The simulated recording configuration is shown in the inset. Sufficiently large inputs evoke all-or-nothing action potentials (middle trace). The response is minimal to subthreshold stimuli (bottom trace). The inset shows the basic recording configuration. (b) A simulation demonstrating anode-break excitation in response to the offset of a hyperpolarizing current pulse (duration=10 msec). (c) Current threshold (the minimal amplitude of a current step necessary to evoke an action potential) plotted vs stimulus duration. (d) Simulation results demonstrating refractoriness. Two current pulses (duration=0.5 msec each) were delivered to the model, with interstimulus interval (ISI) varied systematically. The first pulse had magnitude twice the threshold for evoking an action potential. The y-axis shows the magnitude of the second pulse necessary to evoke a spike. For ISI<15 msec, threshold is above its normal value (dashed line). During the relative refractory period (RRP), threshold is elevated; during the absolute refractory period (ARP), it is not possible to evoke a second action potential.

The value of threshold depends on the duration of the stimulus (Fig. 1c); brief stimuli are required to be larger to evoke an action potential. Threshold also depends on more subtle features of the stimulus, such as its speed of onset. For a short time after an action potential has occurred, it is impossible to evoke a second one (Fig. 1d). This period is referred to as the absolute refractory period (ARP). After the ARP comes the relative refractory period (RRP), in which an action potential can be evoked, but only by a larger stimulus than was required to evoke the first action potential. Stimulation by an ongoing suprathreshold stimulus leads to repetitive firing at a rate that is constant once any transients have settled out(Fig. 2a). The rate of repetitive firing increases with increasing depolarization (Fig. 2bb), eventually approaching the limit imposed by the ARP.

Figure 2. Spike rate depends on the magnitude of applied current. (a) Simulated traces of space-clamped squid giant axon (T=6.3°C) to constant applied current. (b) Firing rate increases with increasing applied current. Note that the minimal firing rate is well above zero spikes/sec.

Once initiated, the action potential propagates down the axon at an approximately constant velocity. The leading edge of the action potential depolarizes adjacent unexcited portions of the axon, eventually bringing them to threshold. In the wake of the action potential, the membrane is refractory, preventing reexcitation of previously active portions of the cell. In unmyelinated axons, the action potential travels smoothly, with constant shape and at constant velocity. In myelinated axons, conduction is saltatory: The action potential “jumps” nearly instantaneously from one node of Ranvier to the next, greatly increasing the speed of propagation.

Read full chapter

URL:

https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/B0122272102000042

The voltage-gated channels of Na+ action potentials

Constance Hammond, in Cellular and Molecular Neurophysiology (Fourth Edition), 2015

4.1.1 The different types of action potentials

The action potential is a sudden and transient depolarization of the membrane. The cells that initiate action potentials are called ‘excitable cells’. Action potentials can have different shapes; i.e. different amplitudes and durations. In neuronal somas and axons, action potentials have a large amplitude and a small duration: these are the Na⁺-dependent action potentials (Figures 4.1 and 4.2a). In other neuronal cell bodies, heart ventricular cells and axon terminals, the action potentials have a longer duration with a plateau following the initial peak: these are the Na⁺/Ca²⁺-dependent action potentials (Figure 4.2b–d). Finally, in some neuronal dendrites and some endocrine cells, action potentials have a small amplitude and a long duration: these are the Ca²⁺-dependent action potentials.

Figure 4.1. Action potential of the giant axon of the squid.

Action potential intracellularly recorded in the giant axon of the squid at resting membrane potential in response to a depolarizing current pulse (the extracellular solution is seawater). The different phases of the action potential are indicated.

Adapted from Hodgkin AL, Katz B (1949) The effect of sodium ions on the electrical activity of the giant axon of the squid. J. Physiol. 108, 37–77, with permission.

Figure 4.2. Different types of action potentials recorded in excitable cells.

(a) Sodium-dependent action potential intracellularly recorded in a node of Ranvier of a rat nerve fiber. Note the absence of the hyperpolarization phase flowing the action potential. (b–d) Sodium–calcium-dependent action potentials. (b) Intracellular recording of the complex spike in a cerebellar Purkinje cell in response to climbing fiber stimulation: an initial Na⁺-dependent action potential and a later larger slow potential on which are superimposed several small Ca²⁺-dependent action potentials. The total duration of this complex spike is 5–7 ms. (c) Action potential recorded from axon terminals of Xenopus hypothalamic neurons (these axon terminals are located in the neurohypophysis) in control conditions (top) and after adding blockers of Na⁺ and K⁺ channels (TTX and TEA, bottom) in order to unmask the Ca²⁺ component of the spike (this component has a larger duration due to the blockade of some of the K⁺ channels). (d) Intracellular recording of an action potential from an acutely dissociated dog heart cell (Purkinje fiber). Trace ‘a’ is recorded when the electrode is outside the cell and represents the trace 0 mV. Trace ‘b’ is recorded when the electrode is inside the cell. The peak amplitude of the action potential is 75 mV and the total duration 400 ms. All these action potentials are recorded in response to an intracellular depolarizing pulse or to the stimulation of afferents. Note the differences in their durations.

Part (a) adapted from Brismar T (1980) Potential clamp analysis of membrane currents in rat myelinated nerve fibres. J. Physiol. 298, 171–184, with permission. Parts (b–d) adapted from Coraboeuf E, Weidmann S (1949) Potentiel de repos et potentials d’action du muscle cardiaque, mesurés à l’aide d’électrodes internes. C. R. Soc. Biol. 143, 1329–1331; Eccles JC, Llinas R, Sasaki K (1966) The excitatory synaptic action of climbing fibres on the Purkinje cells of the cerebellum. J. Physiol. 182, 268–296; and Obaid AL, Flores R, Salzberg BM (1989) Calcium channels that are required for secretion from intact nerve terminals of vertebrates are sensitive to ω-conotoxin and relatively insensitive to dihydropyridines. J. Gen. Physiol. 93, 715–730, with permission.

Action potentials have common properties; for example they are all initiated in response to a membrane depolarization. They also have differences; for example in the type of ions involved, their amplitude, duration, etc.

Read full chapter

URL:

https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/B9780123970329000042

NETWORKS | Cellular Properties and Synaptic Connectivity of CA3 Pyramidal Cells: Mechanisms for Epileptic Synchronization and Epileptogenesis

R.K.S. Wong, R.D. Traub, in Encyclopedia of Basic Epilepsy Research, 2009

Properties of CA3 pyramidal cells

Action potentials in CA3 pyramidal cells are followed by prominent depolarizing afterpotentials. Depolarizing afterpotentials often reach threshold to recruit additional action potentials, causing the firing of a cluster (burst) of 3–4 action potentials. Bursts of action potentials are a common form of spontaneous activity of CA3 pyramidal cells, recorded in vitro and in vivo. Burst firing can be viewed as a signal amplification process in that a single suprathreshold excitatory synaptic potential can trigger multiple action potentials from CA3 pyramidal cells.

In addition to somatic action potential firing, CA3 pyramidal cell dendrites can also generate independent bursts. The combined excitability of the soma-dendritic complex of CA3 pyramidal cell serves to increase the effectiveness of the recurrent synapses (between CA3 pyramidal cells) to synchronize the CA3 neuronal population (see below).

Read full chapter

URL:

https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/B9780123739612002150

Brain Machine Interfaces: Implications for Science, Clinical Practice and Society

Rebecca A. Parker, … Bradley Greger, in Progress in Brain Research, 2011

Electrophysiological recording data

Action potential recordings were sorted using a PCA-based t-distribution algorithm (Shoham, 2003). A threshold for action potentials was subsequently imposed at 70 μV. t-tests were performed to quantify changes in the number of electrodes which recorded well-isolated action potentials over time (using the first and last 30 datasets in Felines 1, 3, and 4 and the first and last 10 datasets in Feline 2). Student’s t-test was also applied to acute pre- and poststimulation number of electrodes which recorded action potentials. The distribution of number of electrodes which recorded action potentials across all microstimulation sessions during pre-stimulation recordings was compared to the immediate post-stimulation distribution for Felines 3 and 4.

Read full chapter

URL:

https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/B9780444538154000108

Cytology of the nervous system

Jahangir Moini MD, MPH, … Mohtashem Samsam MD, PhD, in Epidemiology of Brain and Spinal Tumors, 2021

Threshold and the all-or-none principle

Action potentials are stimulated when a graded potential depolarizes the axolemma to a specific level. A threshold is a membrane potential at which an action potential is initiated. An axon threshold is usually −60 to −55 mV. This relates to a depolarization of 10−15 mV. A stimulus altering the resting membrane potential from −70 to −62 mV produces a graded depolarization, not an action potential. Removal of a stimulus causes membrane potential to return to its resting level. Local currents are initiated by graded depolarization of the axon hillock. They cause depolarization of the initial axon segment.

For excitable membranes such as axons, a graded depolarization is similar to pressure on a gun’s trigger. The action potential is similar to the firing of a gun. Every stimulus bringing the membrane to threshold creates identical action potentials. If a stimulus exceeds threshold, the action potential is independent of the intensity of the depolarizing stimulus. This all-or-none principle applies to all excitable membranes. The stimulus either triggers a typical action potential or none at all.

Read full chapter

URL:

https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/B9780128217368000121

Cellular Sinoatrial Node and Atrioventricular Node Activity in the Heart

H.J. Jansen, … R.A. Rose, in Encyclopedia of Cardiovascular Research and Medicine, 2018

Atrioventricular Node Action Potentials

APs within the AVN are unique compared with other regions in the heart. Specifically, AVN myocytes generate spontaneous APs that are characterized by much lower V_max values compared to the working myocardium. Furthermore, APs in AVN myocytes are shorter in duration compared with ventricular myocytes, but not atrial myocytes (Munk et al., 1996). While AVN myocytes are spontaneously active, their APs are characterized by slower spontaneous beating rates, reduced DD slopes, more negative MDPs, and reduced AP thresholds compared with SAN myocytes (Marger et al., 2011b).

Regional differences in AP morphology have been characterized in atrio-nodal cells (rod-shaped cells) and compact node or nodo-his cells (ovoid cells) isolated from the rabbit heart. Compact AVN cells are characterized by the presence of a rounded AP OS (Munk et al., 1996). Furthermore, these compact AVN cells have the lowest V_max, OS, APD, and MDP compared with the other regions of the AVN (Munk et al., 1996). In contrast, AP morphology of atrio-nodal cells demonstrates characteristics of both AVN and atrial myocytes (Munk et al., 1996; Yuill and Hancox, 2002).

Read full chapter

URL:

https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/B978012809657499759X

Propagation of the Action Potential

Joseph Feher, in Quantitative Human Physiology (Second Edition), 2017

The Velocity of Nerve Conduction Varies Directly with the Axon Diameter

The action potentials shown in Figure 3.3.1 do not have identical waveforms due to the stimulation artifact that dies out with distance along the axon. After this initial stimulation artifact decays away, all subsequent action potentials are essentially identical. The identical waveform of the action potential as it travels over the axon is a variant of the “all-or-none” description of the action potential. As the action potential appears later at longer distances from the point of initiation, we can define a conduction velocity of action potential propagation equal to the distance between the recording electrodes divided by the delay in time between action potentials recorded at the two sites. The velocity of action potential conduction has been determined for myelinated and unmyelinated fibers of different sizes (see Table 3.3.1).

Table 3.3.1. Velocity of Nerve Impulse Conduction as a Function of Axon Size

Nerve Fiber Type	Diameter (μm)	Conduction Velocity (m s⁻¹)	Physiological Function
Aα	12–22	70–120	Somatic motor
Aδ	1–5	12–30	Pain, sharp
C	0.5–1.2	0.2–2	Pain, ache

Within each category of nerve fiber, myelinated or unmyelinated, the conduction velocity varies with the diameter of the nerve. For myelinated fibers, the conduction velocity varies approximately in proportion to the diameter. In unmyelinated fibers, the conduction velocity varies approximately with the square root of the diameter.

Read full chapter

URL:

https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/B9780128008836000252

Membrane Potential and Action Potential

David A. McCormick, in From Molecules to Networks (Third Edition), 2014

Summary

An action potential is generated by the rapid influx of Na⁺ ions followed by a slightly slower efflux of K⁺ ions. Although the generation of an action potential does not disrupt the concentration gradients of these ions across the membrane, the movement of charge is sufficient to generate a large and brief deviation in the membrane potential. Action potentials are typically initiated in the axon initial segment and the propagation of the action potential along the axon allows communication of the output of the cell to its distal synapses. Neurons possess many different types of ionic channels in their membranes, allowing complex patterns of action potentials to be generated and complex computations to occur within single neurons.

Read full chapter

URL:

https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/B9780123971791000129

Histophysiology

Jahangir Moini, Pirouz Piran, in Functional and Clinical Neuroanatomy, 2020

Continuous propagation

Action potentials move via continuous propagation in unmyelinated axons. The axolemma is organized in adjacent segments. Continuous propagation occurs as follows:

•: The membrane potential briefly becomes positive at the peak of the action potential.
•: A local current develops as sodium ions begin moving in the cytoplasm and ECF.
•: The local current spreads out in all directions, depolarizing the nearby membrane areas. The axon hillock could not to respond with an action potential since it has no voltage-gated sodium ion channels.
•: The process continues as if in a chain reaction.

Each time there is development of a local current develops, the action potential moves in one direction: forward. This is because the previous axon segment is still in the absolute refractory period. Therefore, action potentials move away from their generation site and do not reverse direction. Over time, the furthest parts of the plasma membrane are affected.

Messages are relayed from one location to another. Distance does not affect this process. The action potential that reaches the axon terminal is exactly the same as the one generated at the initial axon segment. Though the events at each location take about a millisecond, each event must be repeated at every step along the way. For another action potential to occur at the same location, another stimulus must be applied.

Read full chapter

URL:

https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/B978012817424100001X

Action Potential Initiation and Conduction in Axons

J.H. Caldwell, in Encyclopedia of Neuroscience, 2009

Action potential initiation and propagation processes in vertebrate axons are based on three proteins, two ion channels, voltage-dependent sodium channels and voltage-dependent potassium channels, and an ion pump, the sodium–potassium pump, which maintains sodium and potassium concentration gradients. Except for initiation involving sensory neurons, whereby action potentials begin near the sensory receptor, initiation takes place at the axon hillock and initial segment of the axon where sodium channels are concentrated. Conduction of the action potential is continuous in unmyelinated axons and is fast and saltatory in myelinated axons where sodium channels are concentrated at the nodes of Ranvier.

Read full chapter

URL:

https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/B9780080450469016429

Источник

Химический состав живых клеток отличается от внешней среды, причем различия есть не только в сложных молекулах, таких как белки и нуклеиновые кислоты, но и в ионах. Например, во внеклеточной среде преобладают ионы натрия, а в клетке — ионы калия, причем последних на порядок больше. Сама по себе плазматическая мембрана клеток практически непроницаема для ионов, и поэтому для их переноса через мембрану существуют специальные транспортные механизмы — встроенные в мембрану белки. В геноме человека более 800 генов ионных каналов и транспортеров, а общую долю генов, вовлеченных в трансмембранный транспорт, оценивают в 10 % от всех генов, кодирующих белки^[1]. В этой серии статей мы рассмотрим механизмы трансмембранного переноса ионов и разнообразие реализуемых ими клеточных функций. Мы также уделим внимание патологиям, вызванным мутациями в генах, кодирующих соответствующие каналы и транспортеры.

Представим себе электрохимическую ячейку — сосуд, разделенный пополам полупроницаемой мембраной, в левой части которого находится 1,0 М раствор KCl, а в правой — 0,1 М KCl. Через мембрану могут проходить катионы K⁺, но не анионы Cl⁻. Ионы K⁺ в результате процесса диффузии будут переходить из левого отсека в правый по градиенту концентрации*, тогда как ионы Cl⁻, неспособные последовать за катионами, останутся в исходном отсеке. Благодаря такому разделению зарядов на мембране будет накапливаться электрохимический потенциал: избыток анионов с левой стороны мембраны и избыток катионов с правой. Этот потенциал можно измерить, опустив в отсеки электроды, подсоединенные к вольтметру.

Асимметричный поток катионов не будет продолжаться бесконечно: накопленный электрический потенциал (с избытком положительного заряда с левой стороны мембраны) будет противодействовать диффузии ионов калия в левый отсек. Через некоторое время поток ионов K⁺ из правого отсека в левый сравняется по скорости с потоком из левого отсека в правый, и система достигнет равновесия. Для математического описания подобного равновесия применяют уравнение Нернста (рис. 1).

Рисунок 1 | Электрохимическая ячейка. V — вольтметр. Справа приведено уравнение Нернста, где E_eq— равновесный потенциал; E₁ – E₂ — разность потенциалов по обе стороны мембраны; R = 8,314 Дж/(моль·K) — универсальная газовая постоянная; T — абсолютная температура (в кельвинах); F = 96485,55 Кл·моль^–1 — константа Фарадея; z — степень окисления иона (его заряд); [C]_{1, 2} — равновесные концентрации ионов по обе стороны мембраны.

Если принять, что равновесные концентрации ионов K⁺ в нашем примере равны начальным, разность потенциала на мембране при 25 °C приблизительно равна –58 мВ.

Рисунок 2 | Клетка как электрохимическая ячейка. Справа приведены концентрации основных ионов внутри и вне клетки^[2].

Теперь представим, что левая часть нашей электрохимической ячейки — это живая клетка, а правая — внешняя среда. Добавим к этой картине концентрации других физиологически значимых ионов. На мембране клетки также будет накапливаться электрохимический потенциал. Величину электрической составляющей мембранного потенциала измеряют относительно потенциала вне клетки, принимая его за ноль.

В первом приближении можно сказать, что мембрана клетки проницаема для калия и непроницаема для других катионов (Na⁺, Ca²⁺) и анионов (в первую очередь для Cl^– и отрицательно заряженных участков макромолекул). Ионы калия, выходя из клетки, создают потенциал покоя. Его величина достаточно близка к значению равновесного потенциала для K⁺, однако строго не равна ему, поскольку в реальности другие катионы и Cl^– могут участвовать в формировании потенциала покоя в различных типах клеток. Вычислив равновесные потенциалы для основных ионов, мы получим динамический диапазон величины потенциала на мембране клетки: он не может быть более отрицательным, чем E_K, и не может достигать более положительных значений на пике потенциала действия, чем E_Ca. Причина такого поведения кроется в том, что система стремится к равновесию, и при малейших отклонениях мембранного потенциала в сторону более отрицательных значений, чем E_K, K⁺ будет двигаться по электрохимическому градиенту внутрь клетки, возвращая мембранный потенциал к равновесному потенциалу для калия.

Рисунок 3 | Диапазон возможных значений мембранного потенциала от Е_K до E_Ca(показан голубым цветом).

Величина потенциала покоя зависит от типа клеток и равна около –30 мВ в невозбудимых клетках и около –80 мВ в возбудимых клетках (нейроны, мышечные и эндокринные клетки). Когда мембранный потенциал более отрицателен, чем потенциал покоя, говорят, что мембрана гиперполяризована, а когда он приближается к нулю или даже принимает положительные значения, говорят о деполяризации мембраны.

В общем случае мембранный потенциал можно вычислить согласно уравнению Гольдмана-Ходжкина-Катца, которое принимает в расчет все основные катионы и анионы:

где E — мембранный потенциал; R = 8,314 Дж/(моль·K) — универсальная газовая постоянная; T — абсолютная температура; F = 96485,55 Кл·моль^–1 — константа Фарадея; P_X— проницаемость мембраны для иона X; [C]_{in, out}— равновесные концентрации ионов внутри и вне клетки. N.B.: для анионов внеклеточная концентрация стоит в знаменателе, а внутриклеточная — в числителе.

Что же обеспечивает проницаемость мембраны для ионов? Заряженные частицы не могут самостоятельно пересекать гидрофобный внутренний слой плазматической мембраны, и поэтому требуются специальные белки, образующие гидрофильную пору, через которую ионы могут двигаться через мембрану. Такие белки называются ионными каналами. Основной вклад в поддержание потенциала покоя вносят калиевые каналы семейств K_ir (inward rectifying K⁺ channels — калиевые каналы внутреннего выпрямления) и K_2P (two—pore domain K⁺ channels — калиевые каналы с двумя поровыми доменами, которые часто называют каналами утечки), а каналы других семейств могут обеспечивать быстрое изменение мембранного потенциала в возбудимых клетках. Каналы могут селективно пропускать определенный тип ионов, например, K⁺ (как каналы семейства K_ir), или более широкий спектр веществ, как, например, коннексины — белки щелевых контактов.

Каналы бывают потенциал-зависимые (потенциал-управляемые), лиганд-зависимые, термо- и механочувствительные — в зависимости от стимула, который управляет открытием и закрытием канала. В роли стимула, таким образом, могут выступать изменения мембранного потенциала, химические агенты, температура, свет, механические и другие стимулы. Один и тот же канал может открываться под действием различных эндо- и экзогенных стимулов. Так, канал TRPV1 активируется повышением температуры более 43 °C^[3], кислым pH^[4]и разнообразными химическими веществами: капсаицином (алкалоид из перцев рода Capsicum)^[3], эндоканнабиноидом анандамидом^[5], окситоцином^[6] и др.

Физиологическая роль каналов крайне важна. К примеру, мутации в генах, кодирующих белки ионных каналов, лежат в основе патогенеза многих заболеваний человека: некоторых видов эпилепсии^[7], муковисцидоза^[8], некоторых аритмий^{[9, 10]} и др. Ионные каналы служат мишенями действия многих лекарств, ядов и токсинов.

Однако для формирования потенциала покоя недостаточно одних лишь каналов, ведь нужно создавать и поддерживать концентрационные градиенты на мембране. Основной механизм поддержания градиентов концентрации калия и натрия — это Na/K-АТФаза, фермент, за счет гидролиза одной молекулы АТФ переносящий три Na⁺наружу и два K⁺ внутрь клетки. Она осуществляет электрогенный транспорт: в каждом транспортном цикле при переносе одного дополнительного положительного заряда наружу генерируется некоторая разность потенциалов на мембране. Чтобы оценить этот вклад Na/K-АТФазы в поддержание потенциала покоя, можно заблокировать работу фермента алкалоидом оубаином. Тогда мембрана деполяризуется примерно на 10 мВ^[11].

Рисунок 4 | Структура Na/K-АТФазы, полученная методом рентгеновской кристаллографии. Синим цветом показана α-субъединица, красным — γ-субъединица; β-субъединица показана бежевым цветом. Внеклеточная часть β-субъединицы показана в виде электронной плотности. Альфа-спирали изображены цилиндрами, бета-слои — плоскими стрелками^[12].

Активный и пассивный транспорт веществ через мембрану

Процессы транспорта веществ через мембрану можно классифицировать по источнику энергии для транспорта. Пассивный транспорт — это движение вещества через канал или транспортер по градиенту концентрации*, то есть за счет энергии электрохимического градиента. Таким способом через калиевые каналы пассивно движутся ионы калия, или осуществляется перенос глюкозы через транспортер GLUT4 (такой тип транспорта еще называют облегченной диффузией, а транспортеры, переносящие только один субстрат — унипортерами). Кроме пассивного транспорта, существует активный транспорт, при котором субстраты переносятся против градиента концентрации с затратой энергии, запасенной клеткой в виде АТФ (например, Na/K-АТФаза).

Некоторые транспортеры сопрягают перенос ионов или молекул против градиента концентрации с движением ионов по градиенту концентрации. Симпортеры переносят различные частицы в одном направлении (например, KCC2 — K—Cl cotransporter 2 — K/Cl котранспортер 2), а антипортеры, или обменники, — в противоположных (например, NHE-1 — Na/H exchanger 1 — Na/H обменник, участвующий в поддержании клеточного pH). Такой транспорт называется вторично-активным.

Рисунок 5 | Пассивный и активный транспорт веществ через мембрану. Треугольниками показаны концентрационные градиенты. Черными стрелками показано движение по градиенту концентрации, красными — против градиента концентрации. По [13], с изменениями.

В старой литературе можно встретить концепцию «белков-переносчиков»: до открытия молекулярной идентичности многих каналов и транспортеров (т. е. какая молекула опосредует данный ионный ток и какой ген ее кодирует) существовало представление о переносчиках как о челноках, связывающих субстраты с одной стороны мембраны, диффундирующих через мембрану и высвобождающих субстраты с другой стороны. Однако, когда стали известны аминокислотные последовательности транспортных белков, стало понятно, что все они часто содержат многочисленные трансмембранные домены и образуют сквозной путь через мембрану.

Различия между каналами, транспортерами и насосами заключаются в механизме их работы и регуляции. Каналы представляют собой более или менее селективную пору, через которую ионы могут свободно диффундировать, не вызывая конформационных изменений в белке канала. При токе через отдельный канал в 1 пА по нему проходят 6×10⁶ одновалентных ионов в секунду. Транспортер, связываясь с субстратом, изменяет свою конформацию для переноса субстрата. При ко-транспорте повышается аффинность транспортера в новой конформации к второму субстрату, и субстраты переносятся через мембрану сопряженно. Насосы, также называемые АТФазами, (ауто)фосфорилируются АТФ, и это фосфорилирование значительно изменяет их конформацию и приводит к транслокации субстратов через мембрану. Электрическая проводимость насосов очень мала: Na/K-АТФаза переносит всего около 300 Na⁺ и 200 K⁺ в секунду.

Граница между молекулами каналов и транспортеров не всегда строга. Например, семейство хлоридных каналов и транспортеров ClC (англ. Chloride Channel) включает в себя гомологичные друг другу каналы (ClC-1, 2, Ka и Kb) и Cl/H-обменники (ClC-3–7), которые можно превратить в каналы, внеся мутацию в единственный остаток глутамата (т. н. gating glutamate — воротный глутамат) [14]. Na/K-АТФазу также можно превратить в простую пору, например, с помощью палитоксина^[15]. Хлоридный канал CFTR относится к группе ABC-транспортеров, однако он использует энергию АТФ не для транспорта ионов, а для регуляции открытия и закрытия канала^[16]. Кроме того, существуют данные о том, что везикулярный транспортер глутамата VGLUT1 кроме обмена глутамата на протоны также опосредует не сопряженный с обменом ток Cl⁻ ^[17].

Клеточная мембрана как электрическая цепь

Липидный бислой мембраны можно представить как резистор (сопротивление) и конденсатор (емкость), соединенные параллельно. Величина сопротивления зависит от плотности каналов в мембране и их функционального состояния. Электроемкость возникает из-за разделения зарядов по обе стороны мембраны тонким слоем диэлектрика (гидрофобными хвостами фосфолипидов).

Рисунок 6 | Плазматическая мембрана, представленная в виде RC схемы. g_Na, g_K, g_Cl— проводимость** мембраны для ионов Na⁺, K⁺ и Cl^–, соответственно; E_Na, E_K, E_Cl — электродвижущая сила, или равновесные потенциалы для соответствующих ионов, С_m — электроемкость мембраны.

Можно считать, что проводимость (величина, обратная сопротивлению, измеряемая в сименсах) характеризует проницаемые для ионов компоненты структуры мембраны, а емкость — не проницаемые для ионов структуры. Удельная емкость мембраны составляет приблизительно 1 мкФ/см² или 0,01 пФ/мкм²*** и мало зависит от типа клеток^[2]. Это позволяет оценить размер клетки по ее электрическим характеристикам. Высокая электроемкость клеточных мембран задерживает изменения потенциала в ответ на ток. Эту задержку можно выразить через постоянную времени τ, которая равна произведению емкости и параллельно соединенного с ней сопротивления (RC). Если конденсатор зарядить на некоторую величину, а затем дать ему разрядиться через резистор, то потенциал будет убывать экспоненциально согласно формуле V = V₀e^–t/RC, то есть за каждые τ = RC секунд потенциал будет падать в 1/e раз (на 37 % от исходной величины). Этот расчет применим и к клеточной мембране: падение напряжения при разрядке мембраны будет подчиняться экспоненциальному закону. То есть, если приложить гипер- или деполяризующий стимул, то мембранный потенциал через время τ достигнет 63 % конечного сдвига.

Рисунок 7 | Падение напряжения при разрядке мембраны. Изменение мембранного потенциала при деполяризации мембраны на ΔV_m ^[22], I_c — емкостный ток, I_i — ионный ток, I_m — суммарный ток через мембрану. Пояснения в тексте.

Потенциал действия

Возбудимые клетки могут быстро изменять потенциал на мембране и этим запускать внутриклеточные процессы, например, мышечное сокращение или экзоцитоз везикул. Кратковременный локальный скачок мембранного потенциала от приблизительно –80 мВ (значения потенциала покоя) до 0…+20 мВ за счет изменения проницаемости мембраны для ионов называется потенциалом действия.

Для начала рассмотрим потенциал действия в аксонах нейрона на примере гигантского аксона кальмара. Выбор столь экзотического объекта обусловлен историческими причинами. Современная микроэлектродная техника — использование тонких стеклянных микропипеток, заполненных раствором электролита, — была предложена лишь в 1949 году Дж. Лингом и Р. Джерардом^[18]. До этого поместить электрод, представлявший собой тонкую проволоку, внутрь клетки, не разрушив ее, можно было только в случае ее крупных размеров. Гигантский аксон кальмара стал идеальным модельным объектом для изучения потенциала действия: его диаметр может достигать 0,5–1 мм. Этот отросток служит для быстрой передачи нервных импульсов у беспозвоночных, у которых отсутствует миелинизация. Внутренним содержимым аксона легко манипулировать, заменяя ионный состав внутриклеточного раствора, а внутрь такого аксона можно поместить электрод для регистрации мембранного потенциала.

Так, в 1939 году А. Ходжкин и Э. Хаксли опубликовали в журнале Nature короткую заметку «Потенциалы действия, зарегистрированные внутри нервного волокна»^[19], в которой они описали первый эксперимент по внутриклеточному измерению мембранного потенциала на гигантском аксоне кальмара. Посмотрим на потенциалы действия, которые зарегистрировали исследователи.

Рисунок 8 | Потенциал действия из статьи А. Ходжкина и Э. Хаксли 1939 года^[19]. Потенциал действия был зарегистрирован как разность потенциала между внутренней средой аксона и внешней средой. Пики внизу рисунка — это фрагменты синусоидального сигнала с частотой 500 Гц. Вертикальной чертой отмечен потенциал внутреннего электрода в милливольтах, потенциал морской воды снаружи аксона был принят за ноль.

Мы видим резкую деполяризацию мембраны до положительных значений, а затем более плавное возвращение потенциала к отрицательным значениям, зачастую более отрицательным, чем величина потенциала покоя. Из этих наблюдений следовало два важных вывода: 1) потенциал действия генерируется мембраной клетки, что не было очевидно в 1930-е годы; 2) поскольку измеренная амплитуда потенциала действия была больше величины мембранного потенциала, генерация потенциала действия — это активный процесс, который нельзя объяснить временным «пробоем» в мембране (каким бы наивным такое представление нам не казалось сегодня, в 1930-е так думали многие физиологи). В том же году К. С. Коул и Х. Дж. Кертис^[20] зарегистрировали кратковременное изменение проводимости мембраны с 1 мСм/см² до 40 мСм/см² при генерации потенциала действия. Эти данные также свидетельствовали о тонкой регуляции этого процесса.

После Второй мировой войны Ходжкин и Хаксли вернулись к своим исследованиям. В 1945 году они опубликовали статью с несколькими дополнительными экспериментами, подтверждающими сформулированные ранее выводы. Но и тогда ионные механизмы потенциала действия оставались неясными.

В 1952 году вышла серия статей, посвященных разгадке механизма генерации потенциала действия. Ведущую роль в этом открытии сыграл новый метод фиксации потенциала с помощью двух электродов (в англоязычной литературе TEVC — two-electrode voltage clamp), разработанный в конце 1940-х годов К. С. Коулом и Дж. Мармонтом^[21]. Этот метод позволяет измерять не только потенциал, но и токи при заданном значении мембранного потенциала. Как же осуществляется фиксация потенциала с помощью двух электродов на заданном уровне (V_cmd — «командный потенциал»)? В клетку помещают два электрода, один из которых измеряет потенциал (относительно внеклеточного электрода сравнения) и передает его значение на специальный усилитель, который сравнивает измеренный потенциал со значением командного потенциала. Это устройство вычисляет ток, необходимый для компенсации этой разницы, и подает через второй внутриклеточный электрод ток такой величины, чтобы потенциал на мембране клетки стал равен V_cmd (V_m = V_cmd). Из амплитуды тока, необходимого для компенсации сдвига потенциала до V_cmd, можно сделать вывод о токе через мембрану при данном значении мембранного потенциала. Ток при данном значении потенциала равен току, подаваемому на второй электрод, взятому с обратным знаком.

Рисунок 9 | Схема фиксации потенциала с помощью двух электродов^[21].

В 1970–80-х годах Эрвин Неер и Берт Сакман (Erwin Neher, Bert Sakmann) предложили метод локальной фиксации потенциала (англ. patch clamp), позволяющий работать с мелкими клетками и токами малой амплитуды и даже регистрировать активность отдельных каналов. Тем не менее, метод фиксации потенциала двумя электродами в микроэлектродной конфигурации используется и сегодня при работе с такими крупными клетками, как ооциты лягушки Xenopus laevis.

Временной ход потенциала действия

Потенциал действия в аксоне можно разделить на 1) фазу быстрой деполяризации до 2) положительных значений (овершута, от англ. overshoot), 3) фазу реполяризации, в которой потенциал возвращается к потенциалу покоя или даже до несколько более отрицательных значений — 4) следовая гиперполяризация.

Рисунок 10 | Потенциал действия и изменения проводимости мембраны для Na⁺ и K⁺ в гигантском аксоне кальмара. Из [22], с изменениями.

Изменяя ионный состав внутри- и внеклеточного раствора, можно изолировать ионные токи, которые опосредуют изменение мембранного потенциала при потенциале действия. Так, помещая аксон в раствор, в котором натрий заменен на холин, можно изолировать натриевый и калиевый компонент потенциала действия, то есть отдельно измерить калиевый ток^[20]. Этого же можно достичь применением блокаторов потенциал-зависимых натриевых и калиевых каналов — тетродотоксина и тетраэтиламмония (TEA).

Чтобы понять взаимосвязь ионных токов и вызванных ими изменений потенциала, рассмотрим всю цепь событий при генерации потенциала действия. Сначала мембрана деполяризуется под действием внешнего стимула: поступления в клетку катионов через лиганд-управляемые каналы, закрытия калиевых каналов или электрической стимуляции в эксперименте. Если деполяризация достигает порогового значения для потенциалзависимых натриевых каналов (Na_v), они открываются, натрий по градиенту своей концентрации входит в клетку, и мембрана деполяризуется еще сильнее. Дальнейшая деполяризация влечет за собой лавинообразное открытие все новых натриевых каналов, ток через которые приводит к еще большей деполяризации. Однако эта петля положительной обратной связи не работает бесконечно: открывшись на некоторое время, натриевые каналы инактивируются и не могут открыться вновь, пока мембранный потенциал не вернется к отрицательным значениям.

Механизм инактивации был предложен еще в математической модели Ходжкина и Хаксли^[23] на основании кинетических характеристик тока. Они предположили, что в натриевом канале есть три активационные частицы m и одна инактивационная частица h. Когда стала известна аминокислотная последовательность канала, выяснилось, что канал на самом деле имеет четыре гомологичных активационных домена и один инактивационный, однако один из активационных доменов срабатывает значительно медленнее остальных трех, и его влияние на кинетические характеристики тока маскируется происходящей в то же время инактивацией канала (например, [24]).

В то же время деполяризация мембраны приводит к активации потенциал-зависимых калиевых каналов (K_v), которые открываются медленнее, чем натриевые, калий выходит из клетки, и потенциал возвращается к потенциалу покоя и может даже временно стать более отрицательным: пока натриевые каналы инактивированы, потенциал становится ближе к калиевому равновесному потенциалу, и это явление называется следовой гиперполяризацией.

Генерация потенциала действия происходит по принципу «все или ничего». Если деполяризующий стимул не достиг порогового значения, потенциал действия не генерируется. Если же порог был достигнут, положительная обратная связь обеспечивает открытие всех доступных натриевых каналов, и потенциал действия достигает своей максимальной амплитуды.

Если новый стимул приходит во время или сразу после генерации потенциала действия, второй потенциал действия не возникает или обладает меньшей амплитудой, чем первый. Это явление называется рефрактерностью. Стимул, возникший в период абсолютной рефрактерности, не вызывает генерации потенциала действия, а пришедшийся на период относительной рефрактерности вызывает потенциал действия уменьшенной амплитуды, так как часть натриевых каналов все еще инактивирована.

Рисунок 11 | Абсолютная и относительная рефрактерность. Стимуляция в период абсолютной рефрактерности (2) не ведет к генерации потенциала действия, а стимуляция в период относительной рефрактерности (3 и 4) приводит к генерации потенциала действия сниженной амплитуды.

Стоит отметить, что внутриклеточная концентрация физиологически значимых ионов при генерации потенциала действия не меняется, и ионные токи задействуют пренебрежимо малую долю от общего числа Na⁺ и K⁺. Это можно проиллюстрировать следующим примером. Рассчитаем число ионов, которое должно пересечь мембрану для деполяризации на 100 мВ. Заряд на мембране равен произведению емкости мембраны и потенциала: Q = C_mV_m. Удельная емкость мембраны близка к 1 мкФ/см², а сдвиг потенциала в нашем случае равен 0,1 В. Тогда количество разделенных зарядов равно Q = 10−6 Ф/см² × 0,1 В = 10−7 Кл/см². Величина заряда одного иона Na⁺ или K⁺ (элементарного заряда) равна 1,6 × 10−19 Кл, тогда количество переносимых через мембрану ионов равно 10−7 Кл/см²/ 1,6 × 10−19 Кл = 6,25 × 1011 ионов/см², или 6250 ионов/мкм². Для клетки диаметром 10 мкм площадь поверхности мембраны будет приблизительно равна 4πr² = 314 мкм² (в этом расчете для простоты мы считаем клетку гладкой сферой), а объем — 4πr³/3 = 524 мкм³. При внутриклеточной концентрации Na⁺ 10 мМ, а K⁺ 150 мМ содержание этих ионов в цитозоле будет равно 3,2 × 109 и 4,7 × 1010 соответственно. В течение одного потенциала действия приблизительно 314 мкм² × 6,250 ионов/мкм² ≈ 2 000 000 ионов Na⁺ входит в клетку в фазе деполяризации и примерно столько же ионов K⁺ выходит из клетки в фазе реполяризации, что составляет всего 0,06 % от общего числа ионов натрия в клетке. Токи такой величины обычно не изменяют макроскопические концентрации ионов в клетке, поскольку работа Na/K-АТФазы компенсирует эти незначительные изменения. Однако при определенных условиях концентрации Na⁺ и K⁺все же могут измениться, например, при продолжительной стимуляции аксонов с малым диаметром^[25].

Распространение возбуждения по аксону

Электрические свойства мембраны помогают понять изменения мембранного потенциала не только во времени, но и в пространстве. Пассивное, или электротоническое распространение возбуждения по мембране происходит без изменения проводимости потенциал-зависимых каналов. Для распространения потенциала действия важен как активный (изменение проводимости натриевых и калиевых каналов), так и пассивный механизмы, поскольку деполяризация, вызывающая открытие новых потенциал-зависимых натриевых каналов, должна достигнуть нового невозбужденного участка аксона, и происходит это благодаря электротоническому распространению возбуждения.

Рисунок 12 | Электротоническое распространение возбуждения. Пояснения в тексте [22].

Сдвиг потенциала в точке, отстоящий на x от места стимуляции, можно вычислить как E_x = E₀e^–x/λ, где E₀ — это сдвиг потенциала в точке стимуляции, а λ — постоянная длины.

Постоянная длины возрастает с увеличением сопротивления мембраны (r_m) и уменьшается с возрастанием сопротивления аксоплазмы (r_i), которое в свою очередь зависит от концентрации подвижных зарядов в объеме аксона. Знание этих закономерностей позволяет понять зависимость скорости распространения возбуждения от радиуса (R) аксона. Сопротивление мембраны r_m пропорционально 1/2πR, сопротивление аксоплазмы r_i— 1/πR², а емкость мембраны C_m пропорциональна R. По мере увеличения радиуса аксона и r_m, и r_i уменьшаются, но r_i уменьшается сильнее. Постоянная длины увеличивается, следовательно, сдвиг потенциала может распространяться по более крупному аксону дальше. Кроме того, увеличение радиуса аксона ведет к увеличению емкости мембраны, однако этот эффект нивелируется тем, что емкость с увеличением радиуса растет линейно, а уменьшение r_i пропорционально квадрату радиуса. Таким образом, проводимость аксоплазмы увеличивается быстрее (при снижении r_i), чем растет емкость мембраны, и это позволяет току быстрее достигать невозбужденных участков мембраны более крупного аксона.

Зависимость скорости распространения потенциала действия по аксону от его диаметра объясняет необходимость в гигантских аксонах у кальмара. Однако у позвоночных гигантских аксонов нет, и достаточная скорость проведения нервных импульсов достигается с помощью миелинизации аксонов. Миелиновые оболочки образованы специальными глиальными клетками: олигодендроцитами в центральной нервной системе и клетками Шванна в периферической. Эти клетки оборачивают аксон, образуя вокруг него плотный чехол из десятков слоев плазматической мембраны, который работает как изолятор. Под миелиновой оболочкой очень мало или почти нет натриевых каналов. Они оказываются расположены на небольших участках мембраны аксона между двумя соседними шванновскими клетками или олигодендроцитами — в перехватах Ранвье. Миелиновая оболочка увеличивает скорость проведения потенциала действия благодаря повышению сопротивления мембраны r_m. При этом снижаются потери тока через мембрану, и деполяризация может пассивно распространяться на бо́льшие расстояния. Кроме того, из-за снижения емкости мембраны C_m, меньшая доля тока тратится на перезарядку мембраны. Миелинизация делает передачу потенциала действия не только быстрее, но и эффективнее, поскольку натриевые каналы располагаются только в перехватах Ранвье, благодаря чему меньшее количество ионов натрия входит в клетку и меньше энергии требуется на работу Na/K АТФ-азы для поддержания концентрационного градиента.

Потенциалы действия в других возбудимых клетках

Минималистичный натриево-калиевый потенциал действия характерен только для аксонов нейронов. В других частях нейрона и в иных типах возбудимых клеток в генерации потенциала действия принимают участие разнообразные ионные каналы, в том числе калиевые каналы других семейств и кальциевые каналы плазматической мембраны и эндоплазматического ретикулума (ЭПР является внутриклеточным депо кальция; общая концентрация Ca²⁺ в нем достигает миллимолярных значений, а концентрация свободного кальция находится в микромолярном диапазоне^[26]; эти значения на несколько порядков выше, чем 100 нМ свободного Ca²⁺ в цитозоле в состоянии покоя). Различия в экспрессии генов ионных каналов в различных типах возбудимых клеток порождают разнообразие потенциалов действия, различающихся ионными механизмами, длительностью (от 1,5 мс в аксонах до 500 мс в кардиомиоцитах желудочков), необходимостью внешнего стимула для генерации или наличием собственного ритма. Многие ионные каналы, не участвуя напрямую в генерации потенциала действия, влияют на возбудимость клеток и таким образом вносят вклад в разнообразие электрической активности клеток.

* Принятое в физиологической литературе употребление фраз «по» или «против градиента концентрации» расходится с физическим понятием градиента. В математике и физике градиент направлен в сторону наибольшей скорости возрастания функции или величины; так, если вещество движется в направлении этого вектора, то физиологи говорят о движении «против градиента концентрации», а если в противоположном направлении — то «по градиенту концентрации». Такое словоупотребление прочно закрепилось в литературе, но пусть оно не сбивает вас с толку, когда вы размышляете, откуда взялся минус перед градиентом концентрации в уравнении диффузионного потока (уравнении Фика): J = — D dC/dx, где J — диффузионный поток [моль∙см^-2∙с^-1], D — коэффициент диффузии [см²∙с^-1], а dC/dx— градиент концентрации.

** Проводимость (g = 1/R) — это характеристика скорости движения любых зарядов через мембрану, а проницаемость (P) отражает, насколько легко частицы могут двигаться через мембрану независимо от того, движутся они или нет. Для ионов эти величины связаны. Например, в фазе быстрой деполяризации при потенциале действия возрастает как проводимость, так и проницаемость мембраны для ионов натрия. Однако зачастую, если проницаемость канала для какого-то иона высока из-за высокого сродства участков поры канала для этого иона, такие ионы будут двигаться через канал медленнее, и проводимость будет ниже, чем для других ионов, для которых канал менее проницаем.

*** Удельная емкость чистого липидного бислоя составляет около 0,8 мкФ/см², разница между электроемкостью мембраны и липидного бислоя возникает из-за обилия встроенных в мембрану белков.

Библиография

Hediger M.A. et al. The ABCs of membrane transporters in health and disease (SLC series): Introduction // Mol. Aspects Med. 2013. Vol. 34. P. 95–107.
Hille B. Ion Channels of Excitable Membranes. Third edit. Sinauer Associates, Inc., 2001.
Caterina M.J. et al. The capsaicin receptor: A heat-activated ion channel in the pain pathway // Nature. 1997. Vol. 389, № 6653. P. 816–824.
Jordt S.-E., Tominaga M., Julius D. Acid potentiation of the capsaicin receptor determined by a key extracellular site // Proc. Natl. Acad. Sci. 2000. Vol. 97, № 14. P. 8134–8139.
Smart D. et al. The endogenous lipid anandamide is a full agonist at the human vanilloid receptor (hVR1) // Br. J. Pharmacol. 2000. Vol. 129, № 2. P. 227–230.
Nersesyan Y. et al. Oxytocin Modulates Nociception as an Agonist of Pain-Sensing TRPV1 // Cell Rep. 2017. Vol. 21, № 6. P. 1681–1691.
Berkovic S.F. et al. Human epilepsies: interaction of genetic and acquired factors // Trends Neurosci. 2006. Vol. 29, № 7. P. 391–397.
Welsh M.J., Smith A.E. Molecular mechanisms of CFTR chloride channel dysfunction in cystic fibrosis // Cell. 1993. Vol. 73, № 7. P. 1251–1254.
Ruan Y., Liu N., Priori S.G. Sodium channel mutations and arrhythmias // Nat. Rev. Cardiol. 2009. Vol. 6, № 5. P. 337–348.
Giudicessi J.R., Ackerman M.J. Potassium-channel mutations and cardiac arrhythmias — Diagnosis and therapy // Nat. Rev. Cardiol. Nature Publishing Group, 2012. Vol. 9, № 6. P. 319–332.
Thomas R.C. Electrogenic sodium pump in nerve and muscle cells // Am. J. Physiol. 1972. Vol. 52, № 3. P. 563–594.
Morth J.P. et al. Crystal structure of the sodium-potassium pump // Nature. 2007. Vol. 450, № 7172. P. 1043–1049.
Lodish H. et al. Molecular Cell Biology (5th edition) // Biochemistry and Molecular Biology Education. 2003.
Scheel O. et al. Voltage-dependent electrogenic chloride/proton exchange by endosomal CLC proteins // Nature. 2005. Vol. 436, № 7049. P. 424–427.
Artigas P., Gadsby D.C. Ouabain affinity determining residues lie close to the Na/K pump ion pathway. // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2006. Vol. 103, № 33. P. 12613–12618.
Li, C., Ramjeesingh, M., Wang, W., Garami, E., Hewryk, M., Lee, D., Rommens, J. M., Galley, K., Bear, C. E. ATPase Activity of the Cystic Fibrosis Transmembrane Conductance Regulator // Journal of Biological Chemistry. 1996. № 45 (271). P. 28463–28468.
Martineau M. et al. VGLUT1 functions as a glutamate/proton exchanger with chloride channel activity in hippocampal glutamatergic synapses // Nat. Commun. Springer US, 2017. Vol. 8, № 1.
Ling G., Gerard R.W. The normal membrane potential of frog sartorius fibers // J. Cell. Comp. Physiol. Wiley-Blackwell, 1949. Vol. 34, № 3. P. 383–396.
Hodgkin A.L., Huxley A.F. Action potentials recorded from inside a nerve fibre // Nature. 1939. Vol. 144. P. 710–711.
Cole K.S., Curtis H.J. Electric Impedance of the Squid Giant Axon During Activity // J. Gen. Physiol. 1939. Vol. 22, № 5. P. 649–670.
Cole K.S. Mostly membranes // Annu. Rev. Physiol. 1979. Vol. 41, № 1. P. 1–24.
Kandel E.R. et al. Principles of Neural Science. Fifth Edit. The McGraw-Hill Companies, Inc., 2013. 1709 p.
Hodgkin A.L., Huxley A.F. A quantitative description of membrane current and its application to conduction and excitation in nerve // J. Physiol. 1952. Vol. 117. P. 500–544.
Capes D.L. et al. Domain IV voltage-sensor movement is both sufficient and rate limiting for fast inactivation in sodium channels // J. Gen. Physiol. 2013. Vol. 142, № 2. P. 101–112.
http://www.physiologyweb.com/lecture_notes/neuronal_action_potential/neuronal_action_potential_na_and_k_concentrations_do_not_change_during_an_action_potential.html
Bygrave F.L., Benedetti A. What is the concentration of calcium ions in the endoplasmic reticulum? // Cell Calcium. Churchill Livingstone, 1996. Vol. 19, № 6. P. 547–551.

Нашли опечатку? Выделите фрагмент и нажмите Ctrl+Enter.

Источник